动物性别

雄性

动物周龄

250-300g

造模方法

1.  麻醉、消毒、固定。

2.  用肝素预润过的针简抽取0.2 ml血液。

3.  将大鼠头部固定在立体定位注射仪上,在头皮的中线上做一个2cm矢状切口。

4.  在前卤0.1mm、右4 mm处做好钻孔记号，确保孔洞在冠状缝。

5.  用钻头在标记处垂直钻孔，注意不要损伤硬膜。把 0.2 ml未肝素化的血液装入针简，并把针的斜面放置于中线相反的方向,针尖插入脑组织直至针尖消失。

6.  针垂直插入右侧尾状核 5.5 mm。把 100自体全血以10 l/min 的速度灌入右侧基底节区,结束后针头继续留置2 min。

7.  缓慢退针，填抹骨蜡并缝合皮肤。

成模鉴定

1.  实验动物一般情况观察

2.  放置测试

3.  转角试验

4.  脑水容量：脑水肿和脑出血的患者生存率有很大关系,故需要检测脑水肿的形成。脑水肿主要采用干湿重法检测。

5.  血脑屏障通透性：常用检测方法是荧光同位素和伊文思蓝(Evans blue)染色DAB染色法做 IgG染色也可以检测血脑屏障的通透性。

6.  脑基因组学：确定基因表达的变化。

7.  组织学：评估出血量、出血位置和范围神经细胞死亡情况和脑萎缩情况

造模周期

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后续检测指标建议

1.  脑水容量：脑水肿和脑出血的患者生存率有很大关系,故需要检测脑水肿的形成。脑水肿主要采用干湿重法检测。

2.  血脑屏障通透性：常用检测方法是荧光同位素和伊文思蓝(Evans blue)染色DAB染色法做 IgG染色也可以检测血脑屏障的通透性。

3.  脑基因组学：确定基因表达的变化。

4.  组织学：评估出血量、出血位置和范围神经细胞死亡情况和脑萎缩情况

5.  脑组织HE染色

注意事项

1.  造模后大鼠予以单笼喂养，注意保温、保暖.若造模中或造模后大鼠死亡导致无法收集到该组实验所需的数据时，按照相同的随机原则选用备用的大鼠替代。整个实验选用大鼠共57只，其中死亡12只，纳入实验数据大鼠45只。

2.  标本的获取：每组在预定的时间点((1天、3天、5天)，大鼠麻醉成功后，仰卧位，沿腹部中线，组织剪依次剪开皮肤，钝行分离皮下组织，剪开腹部肌肉、腹膜，钝性分离下腔静脉，用一次性静脉采血针抽取3m1静脉血，室温放置2小时，置于离心机中，2-8摄氏度， 1000r/min、离心15分钟，取上层血清分装于防冻管中，置于一20°C的冰箱中保存，待检测。

3.  脑组织取材：采血后立即用止血钳夹闭下腔静脉及腹主动脉，继续沿腹中线向上剪至剑突，剪开隔肌，沿胸骨旁开2cm分别剪开两侧肋骨，组织钳提取胸骨向上固定，充分暴露心脏，用连接输液器的注射针插入左心室尖部，快速滴注生理盐水，同时眼科剪剪开右心耳，持续灌注，先快后满，至大鼠眼球变白、上爪变白、右心耳灌注也变清亮时停止灌注。迅速断头取脑，完整剥离脑组织，放入4%的多聚甲醛中浸泡48小时作病理检测。

4.  温度的影响：在缺血性脑损伤中，温度的微小下降也会具有脑保护作用。这种情况同样适用于脑出血模型。脑出血后自身体温调节受到影响，实验后期动物体温会急剧下降，这种温度上的变化会影响脑出血模型的结果。因此，颅骨温控和肛门温控是必要的，而且要在术后48h将动物饲养于温控保温箱内。

5.  性别的影响：在缺血性卒中模型中，雌性动物的行为分数以及脑梗死体积,相比雄性动物均大幅减少。在脑出血模型中，雌性动物相对于雄性行为学上恢复期短，脑血肿较小。在两种模型中，雌性的神经保护作用可能是循环中的雌性激索和黄体酮，因此实验中常选择雄性动物。

6.  手术过程中的出血问题：在手术过程中若遇到出血问题，可以用止血绵和骨蜡止血

7.  注射速度的快慢：与之前模型中快速注射相反的是,该模型使用了慢性注射法，将血液注入脑部软组织。这种慢性注射限制了血液外渗进入蛛网膜下腔,从而逼真地模仿了自然的过程；此外，避免了对毗邻组织产生生理性的压力伤害

8.  使用自体还是供体的血液：脑水肿是脑出血研究的重点，脑部软组织血肿会引发脑屏障破坏和水肿。在自体注血1~3d后，C57BL/6 小鼠的同侧基础神经节和皮质的脑部含水量显著提高。有趣的是，有研究显示,在脑部注血 1d 后，与自体血液相比，供体血液导致了更严重的脑部水肿。因此，可以利用供体血液模型进行脑水肿的进一步研究。